Thứ Sáu, 13 tháng 3, 2015

THẤT BẠI LÀM TỔ TRONG THỤ TINH TRONG ỐNG NGHIỆM

08:57    

Thất bại làm tổ (Repeated Implantation Failure - RIF) trước đây thường được định nghĩa là tình trạng không có thai sau 2-6 chu kỳ thụ tinh trong ống nghiệm (TTTON), với tổng số trên 10 phôi chất lượng tốt được chuyển vào buồng tử cung (Tan và cs., 2005). Tuy nhiên, với xu hướng giảm số lượng phôi chuyển hiện nay, tại đa số các trung tâm TTTON, bệnh nhân được chẩn đoán RIF khi không có hiện tượng làm tổ sau 3 chu kỳ chuyển phôi với số phôi chuyển phù hợp (Margalioth và cs., 2006). Hiện vẫn chưa có sự thống nhất về định nghĩa RIF, tuy nhiên, đa số các nghiên cứu đều sử dụng phối hợp 2 tiêu chuẩn là số chu kỳ thất bại và tổng số phôi chuyển. Trong một nghiên cứu gần đây, Polanski và cộng sự đề nghị định nghĩa RIF có thể được xác định khi: (1) thất bại 2 chu kỳ chuyển phôi liên tiếp (không kể chuyển phôi tươi hay phôi trữ lạnh) và (2) với tổng số phôi chuyển chất lượng tốt từ 4 trở lên (giai đoạn phân chia) hay từ 2 phôi nang trở lên (Polanski và cs., 2014).

Cơ hội để 1 phôi bám vào niêm mạc tử cung (NMTC) là khoảng 30%, do đó, xác suất thất bại làm tổ của 1 phôi là 70%. Như vậy, con số này sau khi chuyển 2, 3, 4, 5 phôi lần lượt là 49%, 34%, 24% và 17%. Câu hỏi đặt ra là tại sao tất cả các phôi đều không bám vào NMTC? Sự làm tổ của phôi vào NMTC là một quá trình phức tạp, nhìn chung phụ thuộc vào 3 yếu tố chính là chất lượng phôi chuyển, sự chấp nhận của NMTC và hệ thống miễn dịch của cơ thể người phụ nữ (Das và Holzer, 2012). Tuy nhiên, cần phân biệt rõ giữa RIF và thất bại TTTON nhiều lần (recurrent IVF failure). Thất bại TTTON là tình trạng không có thai sau nhiều chu kỳ TTTON, với nguyên nhân thường thấy nhất là đáp ứng kém với kích thích buồng trứng (KTBT). Các nguyên nhân khác có thể bao gồm chất lượng phôi kém, vợ lớn tuổi, bất thường tử cung (Coughlan và cs., 2014).

Một số nguyên nhân thường gặp của RIF

Lệch bội nhiễm sắc thể

Sự toàn vẹn và bình thường về cấu trúc di truyền của phôi đóng vai trò quan trọng trong việc quyết định khả năng phát triển và làm tổ của phôi vào NMTC. Nhiều số liệu cho thấy tần suất bất thường nhiễm sắc thể (NST) như: chuyển đoạn, bất thường số lượng thể khảm, đảo đoạn, đứt đoạn thường xảy ra cao ở những phụ nữ có tiền căn RIF (Raziel và cs., 2002). Bên cạnh đó, khi khảo sát trên 514 đối tượng RIF, Stern và cộng sự (1999) cho thấy có 2,5% trường hợp có bất thường về NST nói chung. Hầu hết các bất thường này là chuyển đoạn NST (reciprocal và Robertsonian). Các tác giả cho rằng các chuyển đoạn cân bằng (balanced translocation) của người cha cũng đóng một vai trò trong RIF, và do đó, các trường hợp RIF nên được tầm soát về di truyền.

Các phôi lệch bội NST thường không có khả năng làm tổ và phát triển thành một thai kỳ bình thường. Các tiêu chuẩn đánh giá chất lượng phôi hiện tại thường dựa vào hình thái của phôi, và thường không có khả năng phân biệt được những phôi lệch bội và phôi có cấu trúc di truyền bình thường. Nghiên cứu cho thấy những phụ nữ thất bại IVF trên 3 lần có tỉ lệ phôi bất thường NST cao hơn so với nhóm chứng, 67% so với 36% (Pehlivan và cs., 2003). Voullaire và cộng sự năm 2002 khi khảo sát NST của các phôi được tạo thành từ 20 bệnh nhân RIF bằng CGH cho thấy có đến 60% phôi có bất thường NST.

Ngoài ra, các dữ liệu gần đây cho thấy các tổn thương DNA của tinh trùng cũng có mối liên quan với tỉ lệ thành công thấp sau IUI hay IVF (Bungum và cs., 2007). Hơn nữa, tỉ lệ phân mảnh DNA của tinh trùng cao còn có thể là nguyên nhân gây tình trạng sẩy thai sau IVF/ICSI (Zini và cs., 2008). Cơ chế đằng sau tình trạng này có thể không liên quan trực tiếp đến tình trạng lệch bội NST của phôi mà có thể là những yếu tố khác (Bronet và cs., 2012).

Tổn thương màng trong suốt

Tế bào noãn của các động vật hữu nhũ được bao bọc bởi màng trong suốt (ZP). Thành phần của ZP bao gồm các lớp glycoprotein, carbohydrate và các protein đặc hiệu cho ZP. Trong quá trình phát triển của phôi, ZP đóng vai trò như một màng bảo vệ các khối tế bào bên trong, nhưng phôi nang chỉ có khả năng làm tổ khi đã thoát khỏi lớp ZP. Thất bại trong quá trình thoát màng có thể là một trong những nguyên nhân dẫn đến tình trạng RIF (De Vos và cs., 2000). Người ta thấy việc nuôi cấy phôi in vitro trong một thời gian dài ở một điều kiện không phù hợp có thể có tác động xấu đến cấu trúc của ZP và từ đó, ảnh hưởng đến quá trình thoát màng của phôi (De Vos và cs., 2000).

Tác động bất lợi của điều kiện nuôi cấy phôi

Noãn sau khi được lấy ra khỏi cơ thể người phụ nữ thường được nuôi cấy một thời gian trước khi thụ tinh. Sau đó, phôi hình thành được tiếp tục theo dõi in vitro trong thời gian 2-5 ngày trước khi được đưa vào buồng tử cung. Trong suốt quá trình này, noãn và phôi chịu sự tác động rất lớn của môi trường nuôi cấy xung quanh. Sử dụng một hệ thống môi trường nuôi cấy phôi, bao gồm loại môi trường nuôi cấy, hệ thống khí, nhiệt độ, pH… đóng vai trò quyết định sự thành công của một chu kỳ IVF (Swain, 2012). Một hệ thống nuôi cấy phôi không phù hợp có thể là nguyên nhân của RIF. Bên cạnh việc đảm bảo các yếu tố như nhiệt độ, pH, khí… một số kỹ thuật nuôi cấy phôi đặc thù cho từng bệnh nhân có thể được áp dụng.

Bên cạnh đó, việc chọn được phôi có tiềm năng làm tổ cao nhất để chuyển vào buồng tử cung là một khâu quan trọng cuối cùng, kết thúc một chuỗi hoạt động dài ngày trong labo. Gần đây, Hiệp hội Các chuyên viên phôi học trên thế giới đã đưa ra một đồng thuận về các tiêu chí đánh giá chất lượng phôi qua các giai đoạn phát triển in vitro (Alpha Scientists in Reproductive Medicine and ESHRE Special Interest Group of Embryology, 2011). Đồng thuận này góp phần thống nhất một số tiêu chuẩn quan trọng trong đánh giá chất lượng phôi giữa các labo nhằm có một tiếng nói chung. Tuy nhiên, các tiêu chí đánh giá vẫn chủ yếu dựa vào hình thái bên ngoài của phôi, mà chưa đánh giá được khả năng phát triển thực sự của phôi trong quá trình nuôi cấy in vitro.

Tử cung bất thường

Các dị dạng của tử cung có thể có những tác động tiêu cực trên sự chấp nhận của NMTC trong quá trình làm tổ của phôi hay tình trạng sẩy thai liên tiếp. Vách ngăn tử cung là một bất thường bẩm sinh thường gặp nhất. Tuy nhiên, các dị dạng tử cung hai sừng không phải là nguyên nhân thường gặp của RIF mà chủ yếu ảnh hưởng đến nguy cơ sẩy thai hay sinh non. Bên cạnh đó, các thương tổn như u xơ tử cung dưới niêm, polyp lòng tử cung và dính lòng tử cung cũng là những nguyên nhân có thể dẫn đến RIF.

Tình trạng ứ dịch tai vòi

Nhiều dữ liệu hiện nay cho thấy tỉ lệ trẻ sinh sống ở những phụ nữ có ứ dịch tai vòi chỉ bằng phân nửa những trường hợp không có tổn thương tai vòi. Ngoài ra, tình trạng ứ dịch tai vòi, nếu phát hiện được trên siêu âm, sẽ làm cơ hội có thai giảm nhiều hơn nữa (Coughlan và cs., 2014). Tình trạng này có thể là hậu quả của những tác động cơ học, khi dòng chảy của dịch ứ trong vòi trứng ảnh hưởng đến quá trình làm tổ của phôi, hay các chất dịch này có thể ảnh hưởng đến sự chấp nhận của NMTC.

Các biện pháp can thiệp

RIF là một hiện tượng phức tạp, có thể do những nguyên nhân đơn lẻ hay phối hợp nhiều yếu tố nên cần có một cách tiếp cận toàn diện. Trong khuôn khổ bài viết này, một số biện pháp có thể được áp dụng nhằm cải thiện khả năng làm tổ của phôi sẽ được trình bày như: (1) sử dụng môi trường nuôi cấy phôi phù hợp, (2) lựa chọn phôi chuyển phù hợp, (3) chuyển phôi giai đoạn phôi nang, (4) tầm soát di truyền phôi trước làm tổ (PGS) và (5) hỗ trợ thoát màng.

Sử dụng môi trường nuôi cấy phôi có bổ sung cytokine

Một hệ thống nuôi cấy phôi phù hợp sinh lý là điều kiện tiên quyết cho sự thành công của quá trình làm tổ của phôi, bên cạnh sự chấp nhận của NMTC. Coculture đã được sử dụng như một phương pháp cải thiện tỉ lệ thành công trong các trường hợp RIF. Jayot và cộng sự (1995) báo cáo tỉ lệ có thai 21% so với 8% ở những chu kỳ TTTON trước. Trong khi đó, sử dụng các tế bào của NMTC, Spandorfer và cộng sự cho thấy có sự cải thiện có ý nghĩa về chất lượng phôi và tỉ lệ thai lâm sàng trên những bệnh nhân RIF. Tuy nhiên, vai trò của hệ thống coculture trên những bệnh nhân RIF còn chưa được thống nhất. Ngoài ra, việc áp dụng coculture trong một labo TTTON đòi hỏi nhân sự, qui trình và thời gian.

Nhiều nghiên cứu gần đây cho thấy nếu thiếu một số yếu tố cytokine có thể dẫn đến các kết quả kém về sản khoa bao gồm hiện tượng sẩy thai (Robertson và cs., 2001; Robertson và cs., 2007). Về bản chất, cytokine là chemokine có tầm quan trọng trong các đáp ứng miễn dịch giúp phôi thai thích nghi với điều kiện làm tổ cũng như tái thiết lại khối mô niêm mạc giúp khởi sự cho quá trình làm tổ và phát triển tiếp tục của phôi thai. Do vậy, ở những bệnh nhân có tiền sử sẩy thai nhiều lần, có sự ghi nhận sự thiếu hụt hay bị hoạt hóa bất thường các yếu tố cytokine này, thường dẫn đến những rối loạn về chức năng và khả năng tăng trưởng của phôi thai cũng như có thể dẫn đến hiện tượng sẩy thai sau này (Robertson và cs., 2007).

Trong số các cytokine được định danh, Granulocyte Macrophage Colony Stimulating Factor (GM-CSF) đang ngày càng được chú ý do được chứng minh là có vai trò quan trọng trong quá trình phát triển và làm tổ của phôi. Ở người, GM-CSF được tìm thấy trong lớp NMTC (Giacomini và cs., 1995), vòi trứng, tế bào vỏ của nang noãn vượt trội (Zhao và cs., 1995), dịch nang noãn (Jasper và cs., 1996) cũng như trong nhau thai (Berkowitz, 1990). Trên mô hình nghiên cứu là chuột, sự hiện diện của GM-CSF trong quá trình phát triển của phôi được cho là một trong những yếu tố quan trọng ảnh hưởng đến khả năng làm tổ của phôi cũng như tác động tích cực đến sự phát triển của thai sau này trong tử cung (Sjoblom và cs., 2005; Robertson và cs., 2007).

Trong giai đoạn phân chia sớm của phôi, các thụ thể của GM-CSF được khởi động giúp cho GM-CSF bắt đầu hoạt động cũng như tương tác với tế bào ICM và tế bào lá nuôi phôi, điều này được tin là giúp cải thiện những tương tác cần thiết cho phôi và các tế bào trong NMTC (Chin và cs., 2009). Các thụ thể với GM-CSF được tìm thấy trên noãn đã thụ tinh cho đến các giai đoạn phát triển thành phôi nang trên chuột cũng như người. Các thực nghiệm trên phôi chuột cho thấy khi nuôi cấy phôi in vitro trong môi trường có bổ sung GM-CSF ở nồng độ 2 ng/ml, các phôi gia tăng hoạt động sử dụng glucose trong quá trình chuyển hóa, gia tăng số lượng tế bào thông qua việc ức chế chu trình chết tế bào (apoptosis) (Robertson và cs., 2001). Ngoài ra, việc bổ sung GM-CSF vào môi trường nuôi cấy ở nồng độ trên còn làm tăng tỉ lệ làm tổ của phôi chuột, giảm bớt các bất thường về cấu trúc của nhau thai cũng như quá trình phát triển thai kỳ (Sjoblom và cs., 2005).

Trên người, khi nuôi cấy phôi trong môi trường có bổ sung GM-CSF, các tác giả ghi nhận tỉ lệ phôi sau rã đông ở ngày 2 phát triển đến giai đoạn phôi nang tăng gấp 2 lần, số lượng tế bào sống trong khối ICM tăng thêm 30%, ngoài ra, tỉ lệ phôi làm tổ (in vitro) cũng tăng (Sjoblom, 1999; Sjoblom, 2001; Sjoblom, 2002). Trong một nghiên cứu ngẫu nhiên có nhóm chứng sử dụng noãn của cùng một bệnh nhân (sibling oocytes), khi nuôi cấy phôi từ giai đoạn thụ tinh đến phôi nang, phôi nuôi cấy trong môi trường có bổ sung GM-CSF sẽ có nhiều tế bào hơn vào thời điểm 72 giờ sau thụ tinh (6,1 so với 5,8, P<0,05) và số lượng phôi nang hoàn chỉnh được hình thành tăng 50% (1,6 so với 1,1, P=0,001) (Shapiro và cs., 2007). Về tỉ lệ thai lâm sàng, một nghiên cứu có nhóm chứng trên 154 chu kỳ điều trị, các tác giả cho thấy tỉ lệ thai lâm sàng tăng có ý nghĩa thống kê ở nhóm có bổ sung GM-CSF trong môi trường nuôi cấy (46,1% so với 30,8%, P<0,05) (Kim và cs., 2001).
Tại Việt Nam, hiệu quả của sử dụng môi trường nuôi cấy phôi có bổ sung GM-CSF (EmbryoGen, Origio) trên 60 bệnh nhân RIF đã được chúng tôi đánh giá trong một đề tài nghiên cứu do Khoa Y, Đại học Quốc gia TPHCM quản lý và Trung tâm Nghiên cứu Di truyền và Sức khỏe Sinh sản chủ trì. Tuổi trung bình của bệnh nhân là 35,7 ± 4,6 với số lần thất bại là 4,2 ± 1,2 chu kỳ. Tỉ lệ thai lâm sàng, thai diễn tiến và làm tổ lần lượt là 33,3%; 30% và 14,1% (Huỳnh Gia Bảo và cs., 2014).

Lựa chọn phôi chuyển phù hợp

Chọn lựa phôi có khả năng làm tổ cao nhất để chuyển vào buồng tử cung là một bước quan trọng nhằm nâng cao tỉ lệ thành công và hạn chế tỉ lệ đa thai. Như đã đề cập, hệ thống đánh giá phôi hiện nay đang có một nhược điểm lớn là chủ yếu chỉ đánh giá được chất lượng qua hình thái bên ngoài tại một thời điểm nhất định. Ngoài ra, phương pháp này ít nhiều mang tính chủ quan và phụ thuộc nhiều vào kinh nghiệm của chuyên viên phôi học khi đánh giá.

Sử dụng hệ thống camera ghi hình liên tục trong một khoảng thời gian (time lapse imaging) hiện là một hướng đi đang được chú ý và được cho là có khả năng giúp chọn lựa được phôi có chất lượng tốt và có khả năng làm tổ cao. Bên cạnh đó, hệ thống này còn giúp hạn chế việc phải thao tác với phôi ở môi trường bên ngoài (Nakahara và cs., 2010). Tuy nhiên, việc cần phải trang bị một hệ thống camera chuyên dụng trong tủ cấy với chi phí đầu tư cao là một trở ngại lớn cho kỹ thuật này. Bên cạnh đó, việc khảo sát một số chất đặc hiệu trong môi trường nuôi cấy phôi có thể cũng là một chọn lựa để đánh giá chất lượng phôi thông qua quá trình chuyển hóa của phôi. Tuy nhiên, việc ứng dụng trên thực tế lâm sàng còn chưa được phổ biến.

Trong bối cảnh đó, các tiêu chuẩn đánh giá dựa vào hình thái phôi qua các giai đoạn phát triển vẫn được xem là chuẩn mực hiện nay nếu được thực hiện nghiêm ngặt. Hiện nay, chúng tôi áp dụng tiêu chuẩn đánh giá phôi dựa trên đồng thuận của Tổ chức Alpha, có phối hợp với kiểm tra sự phân chia đầu tiên của phôi ở thời điểm 26-28 giờ sau thụ tinh. Kết quả cho thấy những chu kỳ chuyển phôi có ít nhất một phôi có phân chia đầu (EC) sẽ có tỉ lệ có thai cao hơn so với những chu kỳ không có EC (Bùi Thị Thu Hiền và cs., 2012).

Hỗ trợ phôi thoát màng

Trong một nghiên cứu phân tích gộp năm 2010, khảo sát trên 28 nghiên cứu RCT với 3.646 bệnh nhân, các tác giả cho thấy tỉ lệ có thai sau AH có cải thiện có ý nghĩa thống kê (OR=1,29; KTC 95% 1,12-1,49) (Das và cs., 2010).

Một nghiên cứu phân tích gộp vừa được công bố năm 2011 trên 5.507 chu kỳ TTTON cũng cho thấy tỉ lệ có thai tăng khi thực hiện AH (RR=1,11; KTC 95% 1-1,24). Điểm đặc biệt là khi khảo sát riêng ở bệnh nhân có tiền sử thất bại làm tổ, có 5 nghiên cứu trên 761 bệnh nhân được phân tích. Kết quả cho thấy tỉ lệ thai lâm sàng có cải thiện đáng kể ở nhóm AH, với RR=1,73; KTC 95% 1,37-2,17 (Martins và cs., 2011).

Chuyển phôi ngày 5

Chuyển phôi ngày 5 hiện nay đang là một xu hướng ngày càng được quan tâm, nhất là trong giai đoạn mà việc hạn chế số phôi chuyển đang ngày càng được khuyến khích. Trong một nghiên cứu phân tích gộp (2011) trên 18 nghiên cứu RCT, Blake và cộng sự cho thấy ở những bệnh nhân có tiên lượng tốt thì tỉ lệ trẻ sinh sống ở nhóm chuyển phôi ngày 5 cao hơn những bệnh nhân chuyển phôi giai đoạn phân chia (OR=1,35; KTC 95% 1,05-1,74).

Trên những bệnh nhân thất bại làm tổ, chuyển phôi ngày 5 cũng được áp dụng như là một biện pháp để cải thiện cơ hội thành công. Việc áp dụng chuyển phôi ngày 5 trên những đối tượng này dựa trên lập luận rằng nuôi cấy phôi nang có thể giúp lựa chọn những phôi có khả năng làm tổ cao nhất và phù hợp với sinh lý tự nhiên. Cho đến nay, chỉ có hai nghiên cứu so sánh tỉ lệ có thai trên những đối tượng RIF. Lavitas và cộng sự (2004) thực hiện một nghiên cứu RCT cho thấy tỉ lệ có thai ở nhóm chuyển phôi giai đoạn ngày 5 có tỉ lệ làm tổ cao hơn chuyển phôi ngày 3 (21,2% so với 6%, P<0,01). Trong một nghiên cứu cùng năm trên 276 bệnh nhân, Guerif và cộng sự cho thấy tỉ lệ làm tổ ở nhóm chuyển phôi ngày 5 là 25,4%, cao hơn so với nhóm chuyển phôi ngày 2 là 12,4% (P<0,05; Guerif và cs., 2004)

Chúng tôi đã bắt đầu triển khai nuôi cấy phôi ngày 5 cho những chu kỳ có KTBT bằng mild stimualtion từ năm 2011 (Lê Thụy Hồng Khả và cs., 2012). Bên cạnh đó, những trường hợp thất bại làm tổ cũng được áp dụng chuyển phôi giai đoạn blastocyst (Bảng 1).

Bảng 1. Kết quả chuyển phôi ngày 5 trên những bệnh nhân RIF
Số bệnh nhân45
Tuổi trung bình vợ33,6 ± 4,3
Số chu kỳ điều trị trung bình3,4 ± 0,9
Phác đồ điều trị
Antagonist
100%
Số trứng chọc hút13,6 ± 5,5
Số phôi ngày 29,2 ± 4,1
Tỉ lệ có phôi ngày 5100%
Số phôi ngày 5 trung bình2,3 ± 1,5
Số phôi chuyển trung bình1,5 ± 0,7
Tỉ lệ beta-hCG51,1% (27/45)
Tỉ lệ thai lâm sàng40% (18/45)

Sàng lọc di truyền tiền làm tổ (PGS)

Bên cạnh việc thực hiện các khảo sát di truyền cho cặp vợ chồng trước khi điều trị tiếp, trong thời gian qua, PGS cũng được áp dụng cho những trường hợp RIF dựa trên lập luận cho rằng tỉ lệ làm tổ có thể được cải thiện bằng cách chỉ những phôi nào có NST bình thường mới được sử dụng để chuyển phôi.

Trong thời gian đầu, các số liệu cho thấy PGS có cải thiện tỉ lệ làm tổ và tỉ lệ thai lâm sàng trên những bệnh nhân RIF (Pehlivan và cs., 2003; Wilding và cs., 2004). Tuy nhiên, trong một nghiên cứu phân tích gộp được báo cáo năm 2011, các tác giả cho thấy trên những bệnh nhân RIF, tỉ lệ có sinh sống thấp hơn đáng kể ở nhóm có thực hiện PGS (RD: -0,18 với KTC 95% là -0,33 đến -0,03). Điểm đáng lưu ý là ngay cả trên những bệnh nhân thuộc nhóm tiên lượng tốt, việc triển khai PGS cũng làm giảm có ý nghĩa tỉ lệ trẻ sinh sống (Masternbroek và cs., 2011). Nguyên nhân của tình trạng này có thể liên quan nhiều đến vấn đề kỹ thuật như qui trình sinh thiết phôi, qui trình FISH, hạn chế của bản thân kỹ thuật FISH khi chỉ tầm soát được một số NST điển hình (13, 18, 21, X, Y). Trong thời gian gần đây, nhiều kỹ thuật chẩn đoán di truyền đã được đưa vào áp dụng thường qui với mục đích cung cấp thông tin của tất cả 23 cặp NST như microarray CGH. Với những tiến bộ này, cần nhiều nghiên cứu hơn để đánh giá hiệu quả của PGS trong RIF.

Tài liệu tham khảo
  1. Alpha Scientists in Reproductive Medicine and ESHRE Special Interest Group of Embryology (2011). The Istanbul consensus workshop on embryo assessment: proceedings of an expert meeting. Human Reproduction; 26:270-1283.
  2. Blake D, Farquhar C, Johnson N, Proctor M (2011). Cleavage stage versus blastocyst stage embryo transfer in assisted reproductive technology. Cochrane Database of Systematic Reviews; Issue 4. Art. No.: CD002118.
  3. Bronet F, Martı´nez E, Gayta´n M, Lin˜a´n A, Cernuda D, Ariza M, Nogales M, Pacheco A, San Celestino M, and Garcia-Velasco JA (2012). Sperm DNA fragmentation index does not correlate with the sperm or embryo aneuploidy rate in recurrent miscarriage or implantation failure patients. Hum Reprod; in publishing.
  4. Bungum M, Humaidan P, Axmon A, Spano M, Bungum L, Erenpreiss J et al. (2007). Sperm DNA integrity assessment in prediction of assisted reproduction technology outcome. Hum Reprod; 22:174-179.
  5. Chin PY, Macpherson AM, Thompson JG, Lane M, Robertson SA (2009). Stress response genes are suppressed in mouse preimplantation embryos by granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF). Hum Reprod; 24:2997-3009.
  6. Coughlan C, Ledger W, Wang Q, Liu F, Demirol A, Gurgan T, Cutting R, Ong K, Sallam H and Li TC (2014). Recurent implantation failure: definition and management. Reprod Biomed Online; 28:14-38.
  7. Das M and Holzer H (2012). Recurrent implantation failure: gamete and embryo factors. Fertil Steril; 97:1021-1027.
  8. Das S, Blake D, Farquhar C, Seif MMW (2010). Assisted hatching on assisted conception (IVF and ICSI). Cochrane Database of Systematic Reviews; Issue 2. Art. No.: CD001894.
  9. De Vos A, Van Steirteghem A (2000). Zona hardening, zona drilling and assisted hatching: new achievements in assisted reproduction. Cells Tissues Organs; 166:220-227.
  10. Giacomini G, Tabibzadeh SS, Satyaswaroop PG, Bonsi L, Vitale L, Bagnara GP, Strippoli P, Jasonni VM (1995). Epithelial cells are the major source of biologically active granulocyte macrophage colony-stimulating factor in human endometrium. Hum Reprod; 10:3259-3263.
  11. Guerif F, Bidault R, Gasnier O, Couet ML, Gervereau O, Lansac J et al. (2004). Efficacy of blastocyst transfer after implantation failure. Reprod Biomed Online; 9:630-636.
  12. Huynh Gia Bao, Nguyen Thi Thu Lan, Dang Quang Vinh, Ho Manh Tuong (2014). The efficacy of embryo culture in medium supplemented with Granulocyte Macrophage Colony-Stimulating Factor (GM-CSF) on outcomes in repeated implantation failure (RIF) patients. Presented in The 5th Congress of the Asia Pacific Initiative on Reproduction, Brisbane, Australia.
  13. Jayot S, Parneix I, Verdaguer S, Discamps G, Audebert A, Emperaire JC (1995). Coculture of embryos on homologous endometrial cells in patients with repeated failures of implantation. Fertil Steril; 63:109-114.
  14. Kim D, Kim M, Kang, Lee H, Park W and Kwon H (2001). The supplementation of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) in culture medium improves the pregnancy rate in human ART programs. Fertil Steril; 76, Suppl 1:S6.
  15. Lê Thụy Hồng Khả, Nguyễn Ngọc Quỳnh, Nguyễn Hữu Duy, Đặng Quang Vinh (2012). Chuyển phôi ngày 5 trên những bệnh nhân kích thích buồng trứng bằng mild stimulation có tiền căn đáp ứng kém. Hội nghị Hỗ trợ sinh sản: Thành tựu và Triển vọng lần II.
  16. Levitas E, Lunenfeld E, Har-Vardi I, Albotiano S, Sonin Y, Hackmon-Ram R et al. (2004). Blastocyst-stage embryo transfer in patients who failed to conceive in three or more day 2-3 embryo transfer cycles: a prospective, randomized study. Fertil Steril; 81:567-571.
  17. Macklon NS, Geraedts JPM, Fauser BCJM (2002). Conception to ongoing pregnancy: the ‘black box’ of early pregnancy loss. Human Reproduction Update; 8:333-343.
  18. Margalioth EJ, Ben-Chetrit A, Gal M, Eldar-Geva T (2006). Investigation and treatment of repeated implantation failure following IVF-ET. Hum Reprod; 21:3036-3043.
  19. Martins W, Rocha I, Ferriani A and Nastri C (2011). Assisted hatching of human embryos: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Human Reproduction Update; 17:438-453.
  20. Mastenbroek S, Twisk M, Van der Veen F and Repping S (2011). Preimplantation genetic screening: a systematic review and meta-analysis of RCTs. Human Reproduction Update; 17:454-466.
  21. Nakahara T, Iwase A, Goto M, Harata T, Suzuki M, Ienaga M et al. (2010). Evaluation of the safety of time-lapse observations for human embryos. J Assist Reprod Genet; 27:93-96.
  22. Pehlivan T, Rubio C, Rodrigo L, Romero J, Remohi J, Simon C et al. (2003). Impact of preimplantation genetic diagnosis on IVF outcome in implantation failure patients. Reprod Biomed Online; 6:232-237.
  23. Polanski LT, Baumgarten MN, Quenby S, Brosens J, Campbell BK, Raine-Fenning NJ (2014). What exactly do we mean by ‘recurrent implantation failure’? A systematic review and opinion. Reprod BioMed Online in press.
  24. Raziel A, Friedler S, Schachter M, Kasterstein E, Strassburger D, Ron-El R (2002). Increased frequency of female partner chromosomal abnormalities in patients with high-order implantation failure after in vitro fertilization. Fertil Steril; 78:515-519.
  25. Robertson SA (2007). GM-CSF Regulation of Embryo Development and Pregnancy. Cytokine Growth Factor Reviews; 18:287-298.
  26. Robertson SA, Sjoblom C, Jasper MJ, Norman RJ, Seamark RF (2001). Granulocyte-macrophage colony-stimulating factor promotes glucose transport and blastomere viability in murine preimplantation embryos. Biol Reprod; 64:1206-1215.
  27. Shapiro S, Richter KS, Daneshmand ST, Quinn P, Behr B (2007). Granulocyte-macrophage colony-stimulating factor enhances human embryo development to the blastocyst stage: a randomized study. Fertil Steril; S15.
  28. Sjoblom C, Roberts CT, Wikland M, Robertson SA (2005). Granulocyte-Macrophage Colony-Stimulating Factor Alleviates Adverse Consequences of Embryo Culture on Fetal Growth Trajectory and Placental Morphogenesis. Endocrinol; 146:2142-2153.
  29. Spandorfer SD, Pascal P, Parks J, Clark R, Veeck L, Davis OK et al. (2004). Autologous endometrial coculture in patients with IVF failure: outcome of the first 1,030 cases. J Reprod Med; 49:463-467.
  30. Stern C, PertileM, Norris H, Hale L, Baker HWG (1999). Chromosome translocations in couples with in-vitro fertilization implantation failure. Hum Reprod; 14:2097-2101.
  31. Swain JE (2012). Is there an optimal pH for culture media used in clinical IVF? Human Reproduction Update; Vol.18, No.3,333-339.
  32. Tan BK, Vandekerckhove P, Kennedy R, Keay SD (2005). Investigation and current management of recurrent IVF treatment failure in the UK. BJOG; 112:773-780.
  33. Voullaire L, Wilton L, McBain J, Callaghan T, Williamson R (2002). Chromosome abnormalities identified by comparative genomic hybridization in embryos from women with repeated implantation failure. Mol Hum Reprod; 8:1035-1041.
  34. Wilding M, Forman R, Hogewind G, Di Matteo L, Zullo F, Cappiello F et al. (2004). Preimplantation genetic diagnosis for the treatment of failed in vitro fertilization-embryo transfer and habitual abortion. Fertil Steril; 81:1302-1307.
  35. Zhao Y, Rong H, Chegini N (1995). Expression and selective cellular localization of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) and GM-CSF alpha and beta receptor messenger ribonucleic acid and protein in human ovarian tissue. Biol. Reprod; 53:923-930.
  36. Zini A, Boman JM, Belzile E, Ciampi A (2008). Sperm DNA damage is associated with an increased risk of pregnancy loss after IVF and ICSI: systematic review and meta-analysis. Hum Reprod; 23:2663-2668.
BS. Đặng Quang Vinh, Phó Trưởng Đơn vị hỗ trợ sinh sản Mỹ Đức - IVFMD
Nguồn: hosrem.org.vn